基因编辑安全性再引关注：腺嘌呤碱基编辑器引发小鼠胚胎和人类T细胞脱靶结构变异

单碱基编辑器作为新一代基因编辑工具，因其能够在不引发DNA双链断裂的情况下实现精准的碱基转换，受到广泛关注。然而，关于其潜在的脱靶效应，尤其是结构性变异，一直缺乏系统性的研究。此次，研究团队通过全基因组测序和单细胞RNA测序等技术手段，开发了基于贝叶斯模型的高灵敏度脱靶检测方法，深入分析了ABE、CRISPR/Cas9和CBE（胞嘧啶碱基编辑器）在小鼠胚胎和人类T细胞中的脱靶效应。

结果显示，ABE和CRISPR/Cas9在小鼠胚胎中均引发了显著的脱靶结构变异，包括染色体缺失和易位等；而CBE引发的结构变异相对较少。在原代人T细胞中，研究发现使用ABE后，有9.17%的细胞出现了染色体异常，而使用CRISPR/Cas9的这一比例更高，达到32.74%。更令人关注的是，这些染色体异常细胞在编辑后3周内仍然存在，提示了潜在的长期安全性风险（图1）。

图1. ABE和CRISPR/Cas9在小鼠胚胎和人原代T细胞中引发脱靶结构变异。（A）ABE和CRISPR/Cas9在小鼠胚胎中引发脱靶结构变异。（B）靶向和脱靶位点大片段缺失的比例。（C）ABE和CRISPR/Cas9编辑细胞中产生染色体缺失的细胞比例。（D）ABE和CRISPR/Cas9编辑的T细胞亚类中发生染色体缺失的比例随时间变化的结果。

进一步的分析表明，ABE引发的脱靶结构变异主要与其脱氨基酶活性有关，而非单链向导RNA（sgRNA）的依赖性。这意味着传统的优化sgRNA序列的方法可能无法完全消除ABE的脱靶效应。为了解决这一问题，研究团队尝试了高保真版本的ABE（ABE8e-V106W），结果发现脱靶效应显著降低，但仍未完全消除。

在功能影响方面，CRISPR/Cas9引发的染色体异常细胞中，p53和凋亡相关通路显著上调，可能导致细胞死亡。而ABE引发的异常细胞则表现出细胞周期相关基因的显著上调，细胞停滞在G0期，提示其对细胞增殖和功能可能产生影响。